Лабораторная диагностика кокцидиоза у кур
ДИАГНОСТИКА И ЛЕЧЕНИЕ КОКЦИДИОЗА У КРОЛИКОВ
У кроликов кокцидиоз вызывают 10 видов кокцидий (эймерий), относящихся к роду Eimeria, подсемейству Eimeriinae, семейству Eimeriidae, порядку Coccidiida, классу Sporosoa.: E. magna, E. media, E. perforans, E. residua, E. stiedae, E. coecicola, E. intestinalis, E. irresidua, Е.piriformis. Девять из десяти видов кокцидий у кроликов паразитируют в слизистой оболочке кишечника и один вид (E. stiedae)- в печени. Кишечные кокцидии вызывают кишечную форму кокцидиоза, а печеночная – печеночный кокцидиоз. Обычно у кроликов наблюдается одновременное поражение кишечным и печеночным кокцидиозом.
Заражение кроликов происходит алиментарным путем через корм, воду, молоко, зараженные ооцистами кокцидий. Крольчата могут заразиться с первых дней жизни – при сосании молока из загрязненных ооцистами кокцидий сосков матери, а в последующем - с кормом и водой, загрязненных калом, содержащим возбудителя кокцидиоза, а также при поедании кала.
Диагноз на данное заболевание ставится комплексно, с учетом эпизоотического состояния хозяйства, клинических признаков болезни, данных патологоанатомического вскрытия и результатов микроскопических исследований кала или патологического материала при исследовании пораженных органов в ветеринарной лаборатории.
К сожалению, клиническая картина данной болезни недостаточно характерна для постановки точного диагноза. Окончательный диагноз на кокцидиоз будет ставиться по картине вскрытия и результатов микроскопических исследований кала или патологического материала при исследовании пораженных органов в лаборатории. Видовую идентификацию эймерий проводят по морфологическим особенностям.
К лабораторным методам исследования относят прижизненную диагностику кала методом нативного мазка. Данный метод дает малую насыщенность препарата ооцистами эймерий и большой процент отрицательных результатов, поэтому исследование проводят нескольких мазков.
Мы проводили исследования кала методом Фюллеборна: с использованием насыщенного раствора поваренной соли.
Наиболее полную картину заболевания дает патологоанатомическое вскрытие павшего кролика и исследование мазков-отпечатков. Кишечный кокцидиоз характеризуется наличием мелких (величиной от макового до просяного зерна) беловатых узелков, просвечивающих сквозь серозную оболочку тонких кишок и червеобразного отростка. В узелках находится большое количество ооцист кокцидий. Слизистая оболочка тонких кишок покрасневшая, местами отслаивается; содержимое кишок жидкое, иногда с пузырьками газа, часто наблюдается скопление газов в слепой и ободочной кишках; содержимое в них тоже обычно жидкое. Червеобразный отросток нередко увеличен. Мочевой пузырь часто наполнен мочой, иногда сильно растянут.
При гистологическом исследовании пораженного кокцидиозом кишечника в клетках эпителия его стенки и желез обнаруживают массу кокцидий в разных стадиях эндогенного развития. Пораженные клетки в разных стадиях разрушения. В каналах желез обнаруживаются отторгнутые разрушенные клетки и кокцидии в разных стадиях развития.
При печеночном кокцидиозе в печени обнаруживают белые, величиной от просяного зерна до горошины, не выдающиеся над ее поверхностью узелки или нити (тяжи). Количество их различно, зависит от степени поражения. Содержимое недавно образовавшихся узелков имеет вид сметанообразной массы, в которой при исследовании под микроскопом обнаруживается большое количество ооцист кокцидий. В давно образовавшихся (старых) узелках содержимое имеет вид сухой творожистой массы, в которой обнаруживают (под микроскопом) деформированные или разрушенные ооцисты кокцидий (в особо старых очагах часто их не удается обнаружить). Слизистая оболочка тонких кишок покрасневшая, содержимое их нередко жидкое. Иногда в слепой кишке скопление газов. На срезах в кокцидиозных узлах печени обнаруживаются расширенные желчные протоки и разрастание соединительной ткани и эпителия их стенок. Вследствие этого они утолщены и внутрь протоков со всех сторон вдаются сосочковидные выступы, местами перегораживающие проток и образующие в нем отдельные маленькие полости.
Основная масса кокцидиозного узелка состоит из ооцист, шизонтов, гаметоцитов и разрушившихся эпителиальных клеток; встречаются в ней (значительно реже) макрогаметы, спороцисты и мерозоиты. В паренхиме печени - увеличение интерлобулярной соединительной ткани, атрофия печеночных клеток (в результате давления). Изредка наблюдается картина выздоровления: распад кокцидий, образование детрита, обызвествление узлов и превращение их в мозолистую рубцовую ткань.
Материалом для посмертного микроскопического исследования будет служить мазок-отпечаток с пораженной печени.
Для изучения различных схем лечения кокцидиоза нами были сформированы две опытные группы кроликов по 10 голов в каждой, независимо от возрастной группы. Перед назначением лечения следует устранили все недостатки в кормлении и содержании кроликов, а также предрасполагающие факторы.
В таблице 1 отображены два вида лечения, в которых применялись такие препараты, как соликокс и сульфадиметоксин.
Таблица 1. Схемы лечения при кокцидиозе кроликов
Текст ГОСТ 25383-82 Животные сельскохозяйственные. Методы лабораторной диагностики кокцидиоза
ЖИВОТНЫЕ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫЕ
МЕТОДЫ ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ КОКЦИДИОЗА
ГОСТ 25383-82 (СТ СЭВ 2547-80)
ГОСУДАРСТВЕННЫЙ КОМИТЕТ СССР ПО СТАНДАРТАМ
РАЗРАБОТАН Министерством сельского хозяйства СССР ИСПОЛНИТЕЛИ
Б. Л. Тимофеев, И. А. Коблова, Л. М. Шало за
ВНЕСЕН Министерством сельского хозяйства СССР
УТВЕРЖДЕН И ВВЕДЕН В ДЕЙСТВИЕ Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. № 3154
ГОСУДАРСТВЕННЫЙ СТАНДАРТ СОЮЗА ССР
ЖИВОТНЫЕ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫЕ Методы лабораторной диагностики кокцидиоза
Donic-Xr* ипитшК. .Methods of laboratory diagnostics
Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 11 августа 1982 г. № 3154 срок действия установлен
с 01.01.83 до 01.01.88
Несоблюдение стандарта преследуется по закону
Настоящий стандарт распространяется на все ви iu сельскохозяйственных животных и птиц и \сгаплвливаег методы лабораторной диагностики кокцидиоза.
Стандарт полностью соответствует СТ СЭВ 2547—80.
1. МЕТОДЫ ОТБОРА ПРОБ
IЛ. Для проведения исследований отбирают пробы кала животных, пробы патологического материала, а также пробы но стилки.
1.2. Пробы кала берут от живых п павших животных.
1.2.1. От живых животных пробы кала берут у животных из одного стада, станка или же стаи с учетом числа животных в группе.
Если число животных в группе менее 100, кал берут не менее чем от 20 животных; в группе с числом животных от 101 до 500 — от 10%; с числом животных от 501 до 1000 — от 5% и с числом животных свыше 1000—от 2% животных.
1 2.2. Кал берут из прямой кишки животного. От каждой головы крупного рогатого скота берут 50 г кала, овец, коз и свиней -20 г, домашней птицы и кроликов— 10 г.
Отобранные пробы смешивают, иолуч а я объединенную пробу.
В случае проведения исследований кала от к аж юго животного смешивание проб не производят.
Издаике о фициальное
Перепечатка воспрещена (О Издательство стандартов, 1982
Допускается отбирать пробы кала с пола станков, выгулов и т. п.
1.2.3. От павших животных кал берут из конца ободочной кишки или из прямой кишки в количествах, указанных в п. 1.2.2.
1.2.4. Отобранные пробы кала упаковывают в полиэтиленовый пакет или помещают в хорошо закрывак щийся сосуд.
До проведения исследований пробы хранят при температуре 2—4°С или консервируют, добавляя 2,5%-ный раствор бихромата калия.
1.3. Пробы патологического материала отбирают при вскрытии павших животных.
Пробы берут из патологоапатомически измененных частей кишки, у кроликов—также из желчного пузыря и паренхимы печени, у гусей — из почек. Если пробы нельзя исследовать сразу, кишку разрезают в продольном направлении и помещают в 2,5%-ный раствор бихромата калия. Из печени кроликов вырезают беловатые очаги и консервируют их тем же способом. Пробы для гистологического исследования хранят в 10%-ном растворе формальдегида.
1.4. Пробы подстилки в зависимости от размера помещения отбирают не менее чем из десяти разных мест в бумажный или полиэтиленовый пакет.
1.5. Ко всем отобранным пробам прилагают сопроводительный документ с указанием:
возраста и пола животных;
заболеваемости или смертности;
способа проведенной санитарной обработки;
даты взятия материала для исследования. 2
2. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
2.1. Методы определения наличия ооцист в кале
Сущность метода заключается в определении с помощью микроскопа наличия ооцист кокцидий, всплывающих на поверхность раствора с исследуемым материалом.
2Л.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.1.1.1. Для проведения исследования применяют: микроскоп с окулярным микрометром марки МБИ-3 по ГОСТ
весы лабораторные по ГОСТ 24104—80;
центрифугу марки М-24 или других марок с частотой вращения 2000 об/мин;
сита с ячейками размером 0,5—1,0 мм 2 ;
стаканы стеклянные вместимостью 150—200 см 3 по ГОСТ 10394—75;
чашки стеклянные лабораторные по ГОСТ 10973—75; стекла предметные по ГОСТ 9284—75 и покровные по ГОСТ 6672—75;
пипетки градуированные вместимостью 50 см 3 по ГОСТ 20292—74;
посуду лабораторную фарфоровую; воронки стеклянные по ГОСТ 8613—75; штатив для пробирок; петли;
вату Iигроскопическую медицинскую по ГОСТ 5556—75; натрий хлористый по ГОСТ 4233—77; цинк сернокислый по ГОСТ 4174—77; магний сернокислый по ГОСТ 4523—77; воду дистиллированную по ГОСТ 6709—72.
2.1.2. Подготовка к исследованию 2Л.2.1. Приготовление раствора Бреза
Готовят насыщенный раствор сульфата магния и насыщенный раствор тиосульфата натрия. Растворы смешивают с дистиллированной водой в соотношении 3:3:1.
2.1.2.2. Приготовление флотационного раствора
К 1 л горячей дистиллированной воды добавляют избыток соответствующего химического реактива (насыщенного раствора хлористого натрия пли сульфата цинка или раствора Бреза), выдерживают в течение 12 ч и фильтруют через вату в чистую склянку. Плотность флотационного раствора должна составлять приблизительно 1,3 г/см 3 .
2.1.3. Проведение исследования
2.1.3 1. Из пробы выделяют навеску кала массой 3 г, заливают в ступке 15—20 см 3 воды, размешивают до жидкой консистенции и процеживают через сито и воронку в центрифужные пробирки.
Пробирки центрифугируют с частотой вращения 2000 об/мин в течение 1—2 мин. Жидкую часть сливают, затем добавляют 10 см 3 флотационного раствора и тщательно перемешивают палочкой так, чтобы не образовались пузыри. Не рекомендуется встряхивать содержимое пробирки. Пробирки с флотационным раствором снова центрифугируют, как указано выше.
С помощью петли пз каждой пробирки берут по три капли раствора и наносят на предметное стекло. Покровное стекло используют лишь для рассеяния капли в случае недостаточной обзорности поля зрения. При массовых исследованиях одной и той же пробы допускается не обжигать петлю после каждого переноса
раствора на предметное стекло, достаточно лишь промыть ее несколькими резкими движениями в пробирке с водой. Однако в начале и конце исследования петлю необходимо обжигать.
Определение наличия ооцист проводят под микроскопом, используя соответствующий определитель.
2.2.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.2.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру^ материалы и реактивы, указанные в п. 2.1.1, и дополнительно счетную камеру Горяева или Мак-Мастера.
2.2.2. Проведение исследования
2.2.2.1. Исследуемую пробу кала тщательно гомогенизируют. Взвешивают от 3 до 5 г кала (в зависимости от необходимости точности определения) п размешивают в стакане с 45 см 3 воды. Полученную таким образом суспензию фильтруют через сито. 10 см 3 фильтрата помещают в центрифужную пррбирку и центрифугируют с частотой вращения 2000 об/мин в течение 2 мин.
Жидкую часть сливают, к осадку добавляют 10 см 3 флотационного раствора и тщательно перемешивают. Полученной суспензией заполняют счетную камеру. Допускается при отсутствии счетной камеры использовать предметное стекло, на которое наносят 0,15 см 3 суспензии и накрывают покровным стеклом. Заполненную камеру или предметное стекло с 0,15 см 3 суспензии выдерживают в течение 2 мин, чтобы ооцисты могли подняться к поверхности, и подсчитывают количество ооцист. Полученное число, умноженное на 100, представляет собой содержание ооцист в 1 г кала.
Для более точного определения допускается использовать несколько камер и ооцисты подсчитывают в нескольких камерах. При использовании камеры Горяева ооцисты подсчитывают во всех 225 квадратах и полученную сумму умножают на коэффициент 1111. Полученное количество показывает число ооцист в 1 см 3 взвеси.
2.2.3. Обработка результатов
2.2.3.1. У домашней птицы обнаружение единичных ооцист (0—100 ооцист на 1 г кала) свидетельствует о наличии кокцидий в окружающей среде и течении субклинического заболевания.
Наличие 101—1000 ооцист в 1 г кала свидетельствует:
для Eimeria tenella и Eimeria necatux — о заражении средней степени;
для Eimeria maxima — о сильном заражении;
для Е. acervulina — о слабом заражении.
Наличие свыше 1000 ооцист в 1 г кала — признак сильного заражения.
У крупного рогатого скота и овец наличие до 1000 ооцист в 1 г кала (для Е. bovis и Е. zuetnii) свидетельствует о слабой инфек
ции, до 5000 — об инфекции средней тяжести, свыше 5000 —о сильной инфекции.
Для определения вида Eimeria используют существующие определители.
У кроликов наличие до 10000 ооцист на 1 г кала служит признаком слабой инфекции, до 100000 — сильной инфекции, свыше 100000 — очень сильной инфекции.
Сущность метода заключается в выявлении и определении с помощью микроскопа различных стадий кокцидий в пробах, взятых при паталогоанатомическом вскрытии животных. У животных исследуют желудочно-кишечный тракт, при этом учитывают наличие в крови паталогоанатомических изменений, локализацию, а также размер, форму, цвет, структуру стадий развития.
2 3.1. Аппаратура и реактивы
2.3.1.1. Для проведения исследования применяют:
ножницы по ГОСТ 21239—77;
пинцеты по ГОСТ 21241—77;
чашки лабораторные стеклянные по ГОСТ 10973—75;
натрий хлористый по ГОСТ 4233—77;
воду дистиллированную по ГОСТ 6709—72.
2.3.2. Проведение исследования
2.3.2.1. Паталогически измененные части кишок кладут в чашки Петри или другую посуду и разрезают в продольном направлении. Несколько капель содержимого кишки разбавляют на предметном стекле физиологическим раствором, накрывают покровным стеклом и рассматривают под микроскопом. Можно также соскабливать краем предметного стекла слизистую оболочку пораженной кишки. Соскоб разбавляют физиологическим раствором и рассматривают под микроскопом для установления наличия меро-зоитов, шизонтов или гамет кокцидий.
У павших кроликов исследуют беловатые очаги в печени и содержимое желчного пузыря на наличие ооцист кокцидий Eimeria. Очаги разрезают и с помощью пастеровской пинетки наносят их содержимое на предметное стекло. Накрыв препарат покровным стеклом, рассматривают его под микроскопом. Аналогичным образом поступают и с поражениями почек гусей.
2.3 3. Обработка результатов
2.3.3.1. В случае установления единичных стадий развития кокцидий заболевание кокцидиозом рассматривается как вторичная инфекция, которая не играет главную роль в падеже животных. При установлении разных стадий развития патогенных видов кокцидий в большом количестве и исключении других инфекционных заболеваний кокцидиоз считают причиной падежа животных
Сущность метода заключается в подсчете количества ооцист в 1 г подстилки и определении по данным подсчета тяжести клинического течения кокцидиоза и резистентности кокцидий к используемому антикокцидиозному препарату.
2.4.1. Аппаратура, материалы и реактивы
2.4.1.1. Для проведения исследования применяют аппаратуру, материалы и реактивы, указанные в п. 2.1.1, и дополнительно:
счетную камеру Горяева или Мак-Мастера;
2.4.2. П р оведение исследования
2.4.2.1. Пробу подстилки хорошо перемешивают. Взвешивают 10 г пробы с погрешностью не более 0,02 г и перекладывают в стакан с 100 см 3 воды, ставят в холодильник, выдерживают в течение 12 ч и гомогенизируют 2—3 мин в электрическом гомогенизаторе с частотой вращения 2000 об/мин. Полученную суспензию фильтруют в течение 5 мин. Жидкую часть сливают, к осадку добавляют 10 см 3 флотационного раствора и тщательно перемешивают, встряхивая пробирку. Наполняют счетную камеру или помещают 0,15 см 3 суспензии на предметное стекло, накрывают ее покровным стеклом и выдерживают в течение 2 мин. Число ооцист умножают на коэффициент 67, что представляет собой количество ооцист в 1 г подстилки.
2.4.3. Обработка результатов
2.4.3.1. Определение вида кокцидий проводят согласно соответствующему определителю.
При наличии до 5000 ооцист Е. acervulina в 1 г подстилки не придают им никакого клинического значения. Наличие до 5000 ооцист Е. tenella или Е. nccatux в 1 г подстилки свидетельствует о слабом течении кокцидиоза у содержавшихся на этой подстилке цыплят или же о снижении действия используемого кокцидиоста-тика. Наличие 1000 ооцист Е. maxima в 1 г подстилки свидетельствует о клиническом течении кокцидиоза и недостаточной эффективности аптикокцидиозного препарата.
2.5.1. Проведение исследования
2.5.1.1. Интенсивность инфекции ооцистами Eimeria или другими формами развития этого рода устанавливают подсчетом их в микроскопическом препарате и делением полученного числа на 3.
2.5.2. Обработка результатов
2.5.2Л. Подсчитанное число ооцист делят на 3. Это число будет равным числу паразитов в 1 г кала. В зависимости от этого дтч самых патогенных видов Eimeria устанавливают следующие степени интенсивности инфекции:
слабая инфекция ( + ) — 1 —10 ооцист на 1 г кала; средняя инфекция ( + +) —11 — 100 ооцист на 1 г кала; сильная инфекция ( + + +)—больше 100 ооцист на 1 г кала. При оценке интенсивности инфекции следует учитывать не только наличие ооцист различных видов Eimeria, но и присутствие других паразитов.
Изменение 1 ГОСТ 25383—82 Животные сельскохозяйственные. Методы лабораторной диагностики кокцидиоза
Утверждено и введено в действие Постановлением Государственного комитета СССР по стандартам от 27.05.87 № 1714
Дата введения 01.01.88
Пункты 2.1.1.1, 2.1.2.1 изложить в новой редакции:
стаканы стеклянные вместимостью 150—200 см 3 и 1000 см 3 по Г ОСТ
25336— 3 по ГОСТ 20292—74; посуду лабораторную фарфоровую; воронки стеклянные по ГОСТ 25336—82; штатив для пробирок; петли;
марлю медицинскую по ГОСТ 9442—77;
вату гигроскопическую медицинскую по ГОСТ 5556—81;
фильтры беззольные по ГОСТ 12026—76;
натрий хлористый по ГОСТ 4233—77;
воду дистиллированную по ГОСТ 6709—72.
2.1 2.1. Приготовление флотационного раствора
Пункт 24.2,2 исключить.
Пункт 2.1.3.1 изложить в новой редакции: «2.1.34. Из пробы выделяют навеску кала массой 3—5 г, помещают навеску в ступку, заливают 15—20 см золы. размешивают до жидкой консистенции и процеживают через марлю в-центрифужные пробирки.
Пункты 2 2.2 1, 2.2.34 изложить в новой редакции: «2 2.2.1. Взвешивают 5 г кала, взятого из отобранной пробы, и тщательно размешивают в ступке с 45^см 3 воды. Полученную суспензию фильтруют через один слой марли, осадок отбрасывают. 10 см 3 фильтрата помещают в центрифужную пробирку и центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин- 1 . Жидкую часть сливают, к осадку добавляют 10 см 3 флотационного раствора, тщательно перемешивают и еще раз центрифугируют в течение 5 мин с частотой вращения 5000 мин — 1 . Из пробирки снимают при помощи петли поверхностный слой жидкости и в счетной камере Горяева подсчитывают количество ооцист во всех 225 квадратах. Для определения количества ооцист в 1 г кала, подсчитанное з камере Горяева, число ооцист умножают на 1111.
(Продолжение см. стр. 338)
2.2 ЗЛ. У домашней птицы наличие 50000 ооцист на 1 г кала не влияет на зоотехнические показатели цыплят, обнаружение более 100000 оосцист на 1 г кала свидетельствует о заражении средней степени, обнаружение ооцист в количестве более 300000 на 1 г кала — о высокой степени заражении и малой эффективности применяемого препарата.
У крупного рогатого скота и овец наличие до 100*0 ооцист в 1 г кала свидетельствует о низкой степени заражения, до 5000 — о средней степени заражения, более 5000 — о высокой степени заражения.
Пункт 2.3.1 Л. Заменить ссылку: ГОСТ 1.0*973—75 на ГОСТ 25336—82.
Пункт 2.3 3.1 изложить в новой редакции: «2.З.З.1. Для своевременной диагностики кокцидиоза у домашней птицы подсчет ооцист проводят один раз в 7 дней, начиная в двух-, трехнедельного возраста цыплят. Из каждой группы вскрывают по 4—6 ослабленных птиц. Исследуют соскобы со слизистой и содержимое кишечника в месте перехода дненадцатиперстной кишки в тощую, середины тонкого отдела кишечника и слепых кишок. Несколько капель наносят на предметное стекло, разбавляют водой и накрывают покровным стеклом. Просматривают под микроскопом 20 полей зрения, определяют среднее количество ооцист на. одно поле зрения и проводят идентификацию кокцидий вида Ei.meria в соответствии с ключом идентификации, представленном на схеме. В зависимости от клинических проявлений, степени и характера изменений отделов кишечника, локализации поражения и стадий развития кокцидий определяют виды ооцист Е. tenella, Е. necatrix, Е. acervulina,Е. maxima, Е. ргаесох. (см. схему. См. с. 339)?>.
Раздел 2 дополнить пунктами — 2.3.4, 2.3.4.1:
«2.3.4. Оценка результатов
2.3.4.1. Наличие ооцист видов Е. acervulina менее 50 и ооцист Е. tenella, Е. necatrix, Е. maxima менее 5 кокцидий в поле зрения — признак низкой степени заражения.
Пункты 2.4.3, 2.4.5 исключить.
(Продолжение см. с. 339)
(Продолжение изменения к ГОСТ M3-S2) КЛЮЧ И ИДЕНТИФИКАЦИИ ВИДОВ Eimeria ЦЫПЛЯТ
Эймериоз или кокцидиоз у кур – одно из самых распространённых паразитарных заболеваний, сопровождающееся нарушением функции пищеварения, воспалением слизистой оболочки кишечника и интоксикацией. Оно поражает кур всех возрастов, но наиболее восприимчив к нему молодняк. Инфекция быстро распространяется по ферме и может уничтожить большую часть поголовья за считаные дни. Каждый птицевод должен уметь распознавать симптомы кокцидиоза и знать, как лечить болезнь.
Описание болезни и данные о возбудителе
Кокцидиоз у кур вызывают простейшие одноклеточные микроорганизмы, эймерии. Они изображены на фото. У несушек и бройлеров паразитирует 9 видов кокцидий, большинство из них обитают в тонком кишечнике. Наиболее патогенными считаются эймерии тенелла, максима, некатрикс. Птицы заглатывают ооцисты вместе с водой и кормом. При попадании в пищеварительный тракт их оболочка разрушается, из ооцист выходят спорозоиты, которые внедряются в эпителий стенок тонкой кишки и начинают активно размножаться.
Разрушение слизистой оболочки кишечника приводит к воспалительному процессу, сопровождающемуся геморрагией. Зачастую кокцидиоз осложняется присоединением бактериальной инфекции. У заражённых эймериями кур развивается колибактериоз, сальмонеллёз или клостридиоз. Продукты жизнедеятельности паразитов вызывают у пернатых сильную интоксикацию.
Эймерии под микроскопом
К кокцидиозу чувствительны особи с ослабленной иммунной системой и цыплята, хотя заболеть может птица в любом возрасте. Кокцидии проявляют устойчивость к воздействию внешних факторов и дезсредств. Они сохраняют жизнеспособность при повышенных и пониженных температурах. Уничтожить их невозможно и с помощью щелочных растворов, извести и формалина. После вспышки заболевания паразиты надолго остаются в подстилке, на инвентаре, в щелях между досками. Эймерии быстро гибнут под воздействием огня или крутого кипятка.
Симптомы болезни у молодняка и взрослых кур
Большинство видов кокцидий паразитируют в слизистых оболочках разных отделов кишечника, поэтому при заражении в первую очередь нарушается работа пищеварительной системы. Болезнь может протекать по-разному – в острой или хронической форме. Выраженность симптомов во многом зависит от количества ооцист, проникших в организм, локализации паразитов, скорости их размножения и от возраста и иммунитета птицы.
Кровь в помёте – признак кокцидиоза
Инкубационный период длится около 6–10 суток. У цыплят и особей с ослабленным иммунитетом кокцидиоз протекает в острой форме. Хроническое течение болезни возможно при повторном инфицировании эймериями, а также при заражении небольшим количеством паразитов.
Симптомы кокцидиоза у цыплят:
- угнетённый вид, слабость, апатия;
- взъерошенное, неопрятное оперение;
- помёт становится жидким и содержит слизь и кровяные включения;
- потеря аппетита;
- сильная жажда;
- увеличение зоба;
- побледнение гребня;
- истощение.
Внимание! Нарушение координации движений и паралич лап или крыльев говорит о скорой гибели птицы.
У взрослых особей симптомы выражены слабее. Пернатые теряют аппетит, сидят, нахохлившись, их перья взъерошены. Количество актов дефекации учащается. Помёт приобретает коричнево-красный или зеленоватый оттенок и становится жидким. Иногда в нём содержится кровь. У несушек снижается продуктивность.
Диагностика заболевания
Кокцидиоз диагностируют, учитывая эпизоотическую обстановку, клиническую картину болезни, данные лабораторных исследований и патологоанатомического вскрытия. У павших тушек отмечается утолщение слизистой оболочки кишечника. При поражении эймериями она испещрена геморрагическими очагами и светло-жёлтыми узелками. В тонкой кишке обнаруживается творожисто-кровянистое содержимое.
Методы лечения кокцидиоза у кур
При кокцидиозе применяют кокцидиостатические, сульфаниламидные и нитрофурановые препараты. Поскольку кокцидии способны вырабатывать резистентность к лекарствам, не рекомендуется применять один и тот же препарат долгое время.
Перечень эффективных кокцидиостатиков:
Ампролиум используется как для профилактики, так и для лечения эймериоза. Цыплятам его начинают давать с первых дней жизни в небольших дозах, чтобы предотвратить заражение паразитами. Лечебный курс длится не более недели. Дозировка – 0,25 г на 1 кг кормовой смеси.
Если выбран препарат Байкокс 2,5%, то его разводят в воде, которой наполняют поилку. Дозировка для цыплят – 1 мл раствора на каждый литр воды. Курс лечения составляет 3 дня. В особо тяжёлых случаях лечение повторяют после пятидневного перерыва.
Из сульфаниламидов в борьбе с кокцидиозом хорошо зарекомендовал себя сульфадимезин. Его дают несушкам вместе с кормом в дозировке 1 г/1 кг зерносмеси. Длительность курса составляет 3 дня, затем делают перерыв 2 суток, после чего приём препарата продолжают ещё на протяжении 3 дней.
Байкокс для лечения эймериоза у кур
Норсульфазол дают пернатым с водой в дозировке 0,5 г/1 л. Лечебным раствором наполняют поилки. Куры не должны получать другого питья в течение 3 дней.
Внимание! Для восстановления слизистых оболочек во время лечения рекомендуется пропаивать несушек витаминами А и В1.
Ооцисты кокцидий нельзя уничтожить формалином, раствором медного купороса или гашеной известью. На них губительно действует:
- аммиак;
- монохлорксиленол;
- ортохлорфенол;
- терпинеол.
Чтобы избавиться от паразитов в клетках, их обжигают паяльной лампой. Это самый эффективный способ уничтожения ооцист. Возбудители выделяются с помётом у больных птиц и особей, которые оправились от болезни, поэтому экскременты следует собирать и обеззараживать биотермическим методом.
Профилактика кокцидиоза
Самую надёжную защиту от кокцидиоза обеспечивает вакцинация. Она проводится в первые дни жизни птицы для выработки иммунитета у цыплят на весь производственный цикл. По мнению ветеринаров, лучшие результаты достигаются при использовании вакцины Иммукокс и Паракокс.
Для профилактики кокцидиоза также используются кокцидиостатики:
Комплекс профилактических мер включает уничтожение паразитов во внешней среде – обработку выгулов и курятника дезсредствами, к которым чувствительны эймерии. Нельзя выпускать пернатых на выгул после дождя, так как именно в условиях повышенной влажности чаще всего происходит заражение. Важно соблюдать зоотехнические нормы содержания птицы:
- своевременно осматривать поголовье и изолировать больных особей;
- карантинировать прибывших на ферму птиц;
- держать цыплят отдельно от взрослых кур;
- поддерживать чистоту подстилки;
- нормализовать уровень влажности в помещении.
Кокцидиоз – опасное заболевание, справиться с ним бывает непросто, особенно в большом фермерском хозяйстве. Одноклеточные паразиты быстро вырабатывают устойчивость к препаратам и плохо поддаются дезинфекции, поэтому лучше уделять внимание профилактике болезни, чем бороться с её последствиями.
Читайте также:
